PDX模型联合CRISPR/Cas9筛选儿童急淋化疗耐药治疗靶点( 二 ) _健康小知识

研究团队比较了小鼠骨髓中肿瘤细胞数量与活体成像的结果，发现从小鼠骨髓的肿瘤细胞数量与成像结果密切相关，说明通过生物发光成像结果可判断肿瘤负荷(下图E,F) 。接着，通过成像值对治疗反应进行如下分组：未处理组(U;治疗起始点) ，敏感组(S;治疗开始后2-3周) ，持续组(P;相对于治疗开始和稳定的肿瘤负荷，成像值低于1%)和耐药组(R;与持续组相比，成像值至少增加了10倍(下图D) 。即便在低剂量药物作用下，肿瘤获得性耐药再次发生(下图G) 。
为了探究不同患者肿瘤中是否存在相同的获得性耐药模式，研究团队构建体内多重PDX模型方法评估同一动物体内的治疗反应。通过将用不同荧光素标记来自不同患者的PDX肿瘤细胞，混合后注射到同一组小鼠体内(下图H) 。流式检测每个PDX模型细胞的生长曲线和治疗反应(下图I) 。其中ALL-502表现出天然耐药，而ALL-50和ALL-265呈现对治疗反应敏感，可进一步构建耐药模型(下图I) 。为了使肿瘤缩小较为显著（两个数量级差异），两PDX模型在给药时间和给药途径保持不变时，增加药物剂量并成功建立ALL-50及其6个（D1-D6）耐药株模型(下图J) 。在不同患者的PDX模型、小鼠重复和不同剂量化疗药物组合中，体内长期化疗导致的获得性耐药均呈现出三个阶段发展模式：初期敏感-中期持续缓解-后期增殖。

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ALL-PDX获得性耐药体内模型， ALL-199PDX在体内长期治疗后获得耐药性。 A.实验流程图B.利用植入的PDX细胞带有荧光素酶进行活体成像对小鼠模型长期监测疾病进展和治疗效果。 C.不同PDX重复及单药或联合用药的肿瘤生长情况。 D.流式检测四种类型，未处理U,敏感S,持续P,耐药R组的肿瘤细胞数量，绿色荧光eGFP代表肿瘤细胞。 E.四个类型分组小鼠模型骨髓里肿瘤细胞百分比。 F.代表肿瘤负荷的活体成像生物荧光强度与肿瘤细胞占小鼠模型骨髓中的比例有很好的相关性。 G.活体成像监测低剂量化疗方案处理ALL-199PDX模型时肿瘤细胞生长情况。 H.体内多重PDX模型方法评估同一动物体内的治疗反应。 I.流式检测经过治疗后各种不同来源的PDX细胞数量。 J.ALL-50PDX模型在长期单药或联合用药情况下肿瘤细胞生长情况，与ALL-199类似
为了进一步研究耐药表型特点，研究团队用联合化疗方案重新作用于取自不同耐药阶段的四组PDX细胞(下图A) 。 PDX细胞重新移植到次级受体小鼠时，敏感组(下图B)和持续组(下图C)肿瘤细胞生长速率与对照组细胞(即各自未经药物处理PDX细胞)相比并无差异。敏感组细胞和持续组细胞与其各自未处理的对照组细胞对药物治疗反应相似， ALL-199R耐药细胞增殖速度则明显较慢(下图D) ，表明耐药的出现伴随着增殖适应度下降。
此外，研究团队将ALL-199的8个耐药PDX模型细胞进行停药半年后再次给予原化疗方案治疗，发现大部分耐药表型仍保持稳定耐药状态（除D4 ，下图E）,并且大部分耐药细胞可耐受高剂量化疗（下图F）。 PDX模型在连续给药情况下均在小鼠体内增殖，耐药表型在重新植入新的小鼠体内依然保持，表明ALL-PDX获得的耐药性是稳定的。
ALL-PDX获得的耐药性是稳定的，耐药表型在重新植入新的小鼠体内依然保持。 A.实验流程图：将四种不同阶段的PDX细胞分离后重新植入次级受体小鼠体内增殖30-40天后再给与原先相同的长期治疗方案。期间监测肿瘤生长情况和治疗反应。 B、C、D.重新植入小鼠体内的不同阶段的PDX细胞的增殖情况和治疗反应。 E.半年停药期，耐药表型仍稳定。 F.大部分耐药细胞可耐受高剂量化疗。